明管临界压力pcr公式

碳、氢两种元素组成。三型聚丙烯管，原料分子只有碳、氢元素，没有有害有毒的元素存在，卫生可靠，不仅用于冷热水管道，还可用于纯净饮用水系统。主要作用是为聚合酶链式反应提供容器。常见的管由管体、盖体组成，管体和盖体连接在一起，盖体上有空心圆柱形凸起。微量离心管为了确保离心的要求，管壁一般较厚，而塑料管为了确保传热的速度和均匀，管壁较薄，所以，实际应用中，我们是不建议将两者混用的。此材料，就是消费后再回收利用的塑料，可以助力国家的碳达峰碳中和，促进资源的循环再利用，变废为宝。最早的塑料离心管都是单个的，在批量检测时工作量大，不方便操作。

1、准备PCR管和软管：首先需要准备好需要连接的PCR管和软管，确保PCR管中已经加入了反应物，软管中也已经加入了需要接收反应物的试剂。2、使用连接器连接：将连接器插入PCR管的顶部，确保连接器与PCR管紧密贴合，然后将软管插入连接器的底部，确保软管与连接器紧密贴合。3、检查连接是否牢固：连接完成后，需要检查连接是否牢固，通常可以轻轻拧动连接器和软管，确保连接紧密，不会出现松动或者脱落的情况。

离心管与八联管是有明确的区分的，下面就是具体的分析：本生(天津)健康科技有限公司VIOXPCR耗材品种全，可替代仪器原厂耗材，性价比高，质量稳定，对用户可以节省实验成本，对公司每月都有订单，现货库存，顺丰快递配送，下单3个工作日即可到达用户手中。离心管定义：管状试样容器，可带密封盖或压盖。所属学科：机械工程(一级学科);实验室仪器和装置(二级学科);实验室离心机-实验室离心机零部件及附件(三级学科)按照大小大量离心管(500mL、250mL)普通离心管(50mL、15mL)微量离心管(2mL、1.5mL、0.65mL、0.2mL)八联管定义：pp材质，薄壁设计，适用于使用100ul反应体系模块的荧光定量PCR仪及普通/梯度PCR仪。产品介绍：>以高品质生物级聚丙烯为原料，超洁净生产环境生产。>管壁薄而且壁厚均匀，保证了快速的传热效率和样品的受热均匀。>管盖专业级超亮光学平面区域，保证了检测光的通过率。>与PCR仪导热槽配合设计，与导热槽配合性能好，更加利于热传导。>独特设计，与荧光定量PCR光学平盖配合适中，有效防止样品蒸发。>高精度模具制造及精密注塑工艺，保证了产品的品质及批次间产品均一性和稳定性。>正面模刻字母标识，方便样品识别区分。适用仪器：适用于ABI7500fast、stepone/plus;BIO-RADCFX96、MJ;Roche480等100ul反映体系的荧光定量PCR仪及普通PCR仪适应客户：医院检验科PCR实验室，中心实验室，肝病中心；第三方检测机构，科研院所，大专院校，制药厂，试剂生产厂家，疾控中心，检验检疫。

氧化。PCR八连管是由德国制造进口，超薄壁的PP材质制成，可兼容绝大多数常用PCR的化工仪器，该仪器用紫外线消毒会导致仪器氧化，而失去功能。PCR管系列产品均采用高品质高分子材料聚丙烯（PP）制成，适用于各种PCR和荧光定量PCR实验。

不需要。进口的pcr管和枪头，本身就是灭过菌的，可以直接使用。PCR管采用 USP 认证的进口医疗级高透明聚丙烯作为原材料,表面光滑从而确保样品间高效和均一。满足准确高效的 PCR 反应,应用于基因检测、疾病诊断、药物研发等领域。

您所问的PCR应该是生物方面的，具体是分子生物学所用。 所以PCR所用管，必须是无菌。不得产生有影响实验的物质。离心管。可以不用无菌。其他和生物用一样

PCR反应板是96孔或者384孔的，是专门为批量反应设计的，其原理是PCR仪和测序仪的通量一般为96或者384，你可以上网搜一下图。离心管不一定是PCR管，离心管按照其容量分好多种，常用的有1.5ml，2ml，5ml，15或者50ml，最小的一种（250ul）可作为PCR管使用。

pcr管属于医疗器械商品类目。根据查询相关公开信息显示，pcr管属于一个医疗用品，是一种试剂。

pcr管与仪器不贴合有缝隙不可以使用。根据查询相关公开信息显示：pcr管与仪器不贴合会影响热传导，从而导致热平衡时间延长，或根本达不到反应温度，最终导致PCR反应效率降低。

pcr管变形影响结果。pcr管变形会影响荧光信号传递,导致PCR反应体系随着循环的进行不断减少,影响PCR反应的正常进行。所以是影响结果的。

没有什么区别，不同的厂家生产的。

56mmx180mm; 标题栏你应该制作成块，以后每做一张图你都要画一次啊，是不是太麻烦了，按1:1的比例制作成块后做完图直接插入就可以了，比例可以在块属性里面改动，不管你出图的纸是多大的、绘图比例是多少，打印出来的实际尺寸都要符合国标规定.。

效果比较差。普通PCR反应管进行10uL体系的荧光定量实验，效果很差，而且明显灵敏度下降，检测结果不稳定。模板被降解或模板不足时也会出现无曲线扩增现象。

就叫PCR管

在PCR管上边不要写，是从上边采集荧光的，不要挡住。

一般都用平盖，鼓盖用的很少。以前做定量PCR的时候，有些仪器需要用鼓盖，是为了便于荧光检测。随着技术的进步，除了一些老牌子的定量仪器，新牌子的仪器已经很少用鼓盖了。

顶盖加热出问题了，有可能是顶盖没有加热，或者是顶盖没有到达预定位置，因此PCR管的顶部温度低，液体就不断蒸发，导致最后没有液体。另外还可以观察下PCR管，有些PCR管如果质量不好，管子封闭不严也有这种现象。

If you are talking about DNA amplification, that is polymerase chain reaction, short for PCR.

不可以。CR反应需要一定的时间和温度条件，顺序颠倒，样品和反应物的接触时间会被改变，会影响PCR试验的结果。

要看你机子的检测器在什么地方。做real time对管子的透光性和一致性要求很高，最好用八连管。否则背景都不一样怎么做？

要设置热盖的（Hot Lid），105℃够了

不属于医疗器械

当然需要 只要是实验仪器 都是需要消毒的 不消毒肯定是不行的哈

有些PCR仪器不是很稳定，建议你做梯度或者后继试验的时候，尽量将PCR管放在仪器的中间部分，同时仪器的四个角落可以放装满水的PCR管，这样可以使仪器温度相对稳定些。同时加样的时候，尽量在冰上操作，引物和酶避免反复冻融。

1．模板DNA的抽提。2．PCR操作 (在冰上操作)：（1）PCR反应混合液的配制：反应体系25 µL, 在无菌的0.2 mL离心管中按下列操作程序加样：（2）将反应混合液混匀, 然后每个PCR管中分装24 µL反应混合液，再加1 µL模板DNA，最后加1滴石蜡油，防止水分蒸发, 然后稍离心。（3）将PCR管放到PCR热循环仪中，按下列程序开始循环：（4）注意事项由于PCR灵敏度非常高，所以应当采取措施以防反应混合物受痕量DNA的污染。a. 所有与PCR有关的试剂，只作PCR实验用，而不挪作它用。b. 操作中所用的PCR管、离心管、吸管头等都只能一次性使用。c. 每加一种反应物，应换新的枪头（加样器的塑料吸嘴的俗称）。

我勒个去的，现在PCR仪都是热盖技术了，这种问题都是十几年前的问题了，哪里来的老古董出的题目？

　　1、试剂准备区。　　用于准备测试试剂。该区域为正压，以防止污染物溢出。该区域可分为三个区域：普通提取试剂准备区、PCR试剂准备区和PCR主反应液准备区。在普通提取试剂准备区准备样品核酸提取所需的裂解液、提取液等；PCR试剂准备区用于PCR试剂的制备和保存。　　2、样品准备区。　　该区域没有压力设置要求。该区域用于对样品进行分类、研磨、破碎和均匀浆液。由于这些破碎、研磨和均匀浆液处理过程中会产生气溶胶，因此有可能阳性样品污染后续操作。该区域应与后面区域严格隔离，并放置在与后三个区域隔离的独立房间内。　　样品准备区还可设置专用的封闭区域或房间，用于样品的接收和储存。样品储存可放置冰箱，应与样品准备区的其他区域隔离。样品准备区的人员不得进入试剂准备区。　　3、核酸提取区。　　核酸提取区是从样品中提取核酸的区域。该区域为负压，以防止核酸溢出造成污染。样品准备区还包括从样品中提取和纯化核酸的区域，以及将核酸添加到包含PCR主反应混合液管的操作区域。添加样品后，应尽快覆盖PCR管的盖子。使用PCR板和胶盖时，阳性对照和包含目标序列的样品应与待测样品分开操作，以避免添加模板时交叉污染。　　4、扩增和产品检测区。　　该区域用于PCR扩展和PCR分析。PER仪器放置在该区域。房间保持负压，以防止核酸溢出。该区域的工作人员必须始终佩戴工作服和手套，并在离开房间前脱下，以防止扩增子污染其他地方。本房间应指定所有用于扩增和产品检测的设备。　　PCR实验室应采用全送全排气流组织形式，以避免各实验区交叉污染的可能性。同时应严格控制送风和排气比例，以确保各实验区的压力要求。

玻璃对于核酸有吸附作用，如果使用玻璃离心管进行离心，则会使DNA被吸附从而不能完成扩增，故本题正确答案为D。

　　PCR技术是一种体外酶促合成、扩增特定DNA片段的方法。下面是我整理的关于pcr技术论文，希望你能从中得到感悟! 　　关于pcr技术论文篇一 　　技术的研究进展 　　摘要 PCR技术是一种体外酶促合成、扩增特定DNA片段的方法。因其高强的特异性和灵敏度以及检测速度快、准确性好等优点，已被广泛地应用于水产、微生物检测等许多领域。该文从PCR技术的原理及应用方面进行了综述，并对其发展做出了展望。 　　关键词 PCR技术;研究进展;应用 　　中图分类号 Q819 文献标识码 A 文章编号 1007-5739(2012)10-0047-02 　　PCR(polymerase chain reaction，PCR)即聚合酶链式反应，它是一种体外酶促合成，扩增特定DNA片段的方法。1985年，美国Karray等学者首创了PCR技术，并由美国Cetus公司开发研制[1]。随着科学技术的发展和突破，PCR技术已在多个领域得到广泛地应用，如微生物检测、兽医学、水产养殖等方面。由于该技术具有较强的灵敏度、准确度和特异性，又能快速进行检测，因而其应用领域也在不断延伸[2-3]。随着PCR技术的不断发展，在常规PCR技术的基础上又衍生出了许多技术，如多重PCR(mutiplex PCR)技术[4]、实时荧光定量PCR(real-time fluorescent quantitative PCR，FQ-PCR)技术[5]、单分子PCR技术[6]。 　　1 PCR技术原理 　　PCR技术是根据待扩增的已知DNA片段序列、人工合成与该DNA 2条链末端互补的2段寡核苷酸引物，在体外将待检DNA序列(模板)在酶促作用下进行扩增。PCR的整个技术过程经若干个循环组成，一个循环包括连续的3个步骤：第1步是高温条件下的DNA模板变性，即模板DNA在93~94 ℃的条件下变性解链;第2步是退火，即人工合成的2个寡核苷酸引物与模板DNA链3u2019端经降温至55 ℃退火;第3步是延伸，即在4种dNTP底物同时存在的情况下，借助TaqDNA聚合酶的作用，引物链将沿着5u2019-3u2019方向延伸与模板互补的新链[7]。经过这个循环后，合成了新链，可将其作为DNA模板继续反应，由此循环进行。循环进程中，扩增产物的量以指数级方式增加，一般单一拷贝的基因循环25~30次，DNA可扩增l00万~200万倍[1]。PCR反应的步骤很简单，但是具体的操作是复杂的，如退火温度的确定、延伸时间的长短以及循环数等。因此，不同的反应体系应该确定适当的反应条件，以避免假阴性或假阳性等情况的产生。 　　2 PCR技术的分类 　　在传统PCR技术的基础上，根据人们的需要以及各个领域的应用要求，又衍生出很多种类的PCR技术。新技术在各领域广泛应用并逐渐改进，为进一步的研究提供了基础。 　　2.1 实时荧光定量PCR技术 　　1996年，学者经过研究，在传统PCR技术的基础上，首创了实时荧光定量PCR技术，新技术已经应用至医学领域、分子生物学和其他基础研究领域。实时荧光定量PCR技术基于传统技术的优势，还具有实时性、准确性、无污染，实现了自动化操作和多重反应，是PCR技术研究史上从定性到定量的飞跃[8]。 　　荧光定量PCR技术最大的特点是能将荧光基团加入到PCR反应体系中，借助于荧光信号，累积实时监测整个PCR进程，最后通过标准曲线对未知模板进行定量分析[9]。实时监测这一特点是常规PCR技术所不具有的，因为其对扩增反应不能进行随时的检测。常规PCR技术的扩增终产物需要在凝胶电泳等条件下才能进行，无法对起始模板进行准确的定量，而荧光定量PCR技术的反应进程可以根据荧光信号的变化做出准确的判断[10-11]。一个PCR循环反应结束之后，定量PCR仪可以收集1个荧光强度信号，荧光信号强度的变化可以反映产物量的变化情况，这样就可以得到1条荧光扩增曲线[12]。荧光信号在指数扩增阶段，PCR产物荧光信号的对数值与起始模板量之间存在线性对应关系，然后进行定量分析[13]。 　　2.2 多重PCR技术 　　多重PCR(mutiplex PCR)技术是PCR技术的一种，为同一管中加入多对特异性引物，与PCR管内的多个模板反应，在一个PCR管中同时检测多个目标DNA分子。多重PCR技术可以扩增一个物种的一个片段，也可以同时扩增多个物种的不同片段[14]。 　　在同一反应体系中，多重PCR技术进行多个位点的特异性扩增时，引物间的配对、引物间的竞争性扩增等会对扩增效果产生重要影响。一方面，如果能选择适宜的反应体系和反应条件，可极大地提高多重PCR的扩增效果[15]。主要包括退火温度、退火及延伸时间、PCR缓冲液成分、dNTP的用量、引物及模板的量等。另一方面，DNA的抽提质量也影响多重PCR扩增效率，如DNA抽提不干净或降解都将影响PCR扩增效果[16]。 　　2.3 单分子PCR技术(SM-PCR) 　　单分子PCR技术是在传统PCR技术的基础上发展的，基本循环过程相同，但在反应条件、模板数量、DNA 聚合酶选择、引物设计方面具有不同点。该技术是以少量或单个DNA分子为模板进行的PCR[17]。 　　单分子PCR技术反应中，DNA 模板浓度极低，这就要求模板有较高的质量。因为这是试验成败的决定性因素。在设计引物时，应该严格控制GC的含量和Tm值，同时尽量避免引物间存在可配对序列。在反应混合物模板数极低的情况下，若引物之间存在少量配对序列，扩增时极易形成二聚体，使反应无法进行，得不到所需要的产物[18]。由于单分子PCR技术反应的变性温度(96~98 ℃)大多比常规PCR技术(94 ℃)略高，因而对DNA 聚合酶热稳定性的要求也更加严格，需要有较好的热稳定性，以防止温度过高而使其失活。其变性时间(5~15 s)、退火时间及延伸时间也短于常规PCR技术[17]。 　　3 PCR技术的应用 　　3.1 PCR技术在水产上的应用 　　基因表达是检测某个基因在不同发育期或不同组织中的表达量变化，或受到某种试验处理过程中的影响而出现表达量变化的情况。有学者应用real-time PCR技术研究碳水化合物含量对翘嘴红鲴糖代谢酶G6Pase、GK以及PEPCK表达量的影响[19-21]，研究结果可为翘嘴红鲴饲料配方中的最合适糖含量提供理论依据。孙淑娜等[22]研究叶酸拮抗剂对斑马鱼心脏发育相关基因BMP2b及HAS2表达的影响，表明叶酸拮抗剂对早期胚胎的心脏发育影响较大，可导致斑马鱼心脏发育延迟及心脏形态异常，并下调斑马鱼心脏发育相关基因BMP2b及HAS2的表达，这可能是叶酸生物学活性受抑后导致心脏发育异常的机制之一。Sawyer et al[23]以斑马鱼的未受精卵、胚胎、仔鱼和成鱼为研究材料，采用实时荧光定量PCR技术，检测了P450aromA和P450aromB在不同组织的表达量，表明在各组织中均有2种基因的表达，但表达量显著不同，呈现组织特异性。 　　3.2 PCR技术在微生物检测上的应用 　　1990年，Bej et al[24]在利用多重PCR的方法检测了Leg-ionella类菌种和大肠类细菌，其结果是通过点对点方法固定的多聚dT尾捕捉探针和生物素标记的扩增DNA进行杂交来检测的。张志东等检测口蹄疫病毒(FMDV)持续性感染的带毒动物，表明实时荧光定量PCR技术具有快速检测、准确、客观等优势，较优于传统的检测方法[25-26]。Metzger-Boddien et al[27]对PCR-ELISA的方法进行了评价，结果显示，样品中沙门氏菌的检出率可以达到98%。 　　4 展望 　　传统PCR技术以及衍生出来的新型PCR技术自面世以来，已被广泛应用到生命科学的各个领域。随着技术方法的不断改进与完善，荧光定量PCR技术将会逐渐完善并广泛应用。多重PCR技术在食品病原微生物、非致病微生物及环境微生物检测中具有重要作用;未来的研究主要集中在去除食品抑制因子干扰、改进样品前处理技术等方面，其次是整合应用多重PCR与其他技术，必将在未来食品微生物检测中有非常好的应用前景。 　　5 参考文献 　　[1] 常世敏.PCR在食品微生物检测中的应用[J].邯郸农业高等专科学校学报，2004，21(4)：23-25. 　　[2] 唐永凯，俞菊华，徐跑，等.实时荧光定量PCR技术及其在水产上的应用[J].中国农学通报，2010(21)：422-426. 　　[3] 吴学贵.LPS刺激点带石斑鱼免疫相关基因的克隆与组织表达差异性分析[D].海口：海南大学，2011. 　　[4] 侯立华，黄新，朱水芳，等.双色荧光多重PCR技术及在禽流感病毒检测中的应用[J].生物技术通报，2010(1)：168-172. 　　[5] 查锡良.生物化学[M].7版.北京：人民卫生出版社，2009：483-485. 　　[6] 张杰道.生物化学实验技术PCR技术及应用[M].北京：科学出版社，2005：12-18. 　　[7] 谢海燕.黑线仓鼠LHR部分序列克隆及组织器官的表达差异[D].曲阜：曲阜师范大学，2011. 　　[8] KUBISTA M，ANDRADE J M，BENGTSSON M，et a1.The real-time pol-ymerase chain reaction[J].MoLecular Aspects of Medicine，2006，27(2-3)：95-125. 　　[9] AGINDOTAN B O，SHIEL P J，BERGER P H.Simultaneous detection of potato viruses，PLRV，PVA，PVX and PVY from dormant potato tubers by TaqMan real-timeRT-PCR[J].J Virol Methods，2007，142(1-2)：l-9. 　　[10] 李丽平.小麦慢锈品种叶片受条锈菌侵入后的木质素合成及调控研究[D].雅安：四川农业大学，2009. 　　[11] 薛霜，独军政，高闪电，等.实时荧光定量PCR技术研究进展及其在兽医学中的应用[J].中国农学通报，2010(7)：11-15. 　　[12] SCHUBERT J，FOMITCHEVA V，SZTANGRET-WISNIEWSKA J. 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透明的更好。

无任何代表。易错pcr试剂盒不同颜色管子并未任何特殊代表，只是为了好看而设定的。该产品无论是作用还是功能方面都是非常不错的。

钟鼎生物技术公司基于与客户合作的实际案例，介绍了RT-PCR的实验流程，包括RT-PCR实验所需试剂耗材、RNA提取、RNA反转录为cDNA。 实验摘要 使用TRIzol提取样品总RNA，反转录获得cDNA，供下游实验使用。 1.试剂与耗材 试剂与耗材 Prime Script II 1st Strand cDNA Synthesis Kit，宝生物工程（大连）有限公司，6210B；总RNA提取试剂TRIzol，南京钟鼎生物技术有限公司，RK01-100； DL2000 DNA Plus Marker（100、250、500、750、1000、1500、2000 bp），南京诺唯赞生物技术有限公司，MD101。GelStain，北京全式金生物技术有限公司，GS101-01； DEPC，Sigma公司，D5758-25ML；Agarose，西班牙Biowest，91622； 离心管，美国Axygen，311-01-051；枪头，美国Axygen； 其它试剂均为国产分析纯。 2.主要实验仪器 主要实验仪器 超微量紫外分光光度计：NanoDrop2000，Thermo公司；台式高速冷冻离心机，美国BECKMAN公司，Allegra 21R； 电子天平，美国AHOMS公司，AR5120；紫外透射仪，美国Amersham Pharmacia公司，Hofer MV-25； 电泳仪：TY2795型，BIO-RAD公司；电泳槽：Sub-Cell GT Cell，BIO-RAD公司； 凝胶成像分析系统：GelDocXR型，BIO-RAD公司；雪花状制冰机，日本SANYO公司，SIM-F140AY65； 移液器，德国Eppendorf公司。 3.实验方法及结果 3.1.RNA提取 （1）组织匀浆：向样品中加入1 ml TRIzol试剂（组织块体积不要超过TRIzol体积的10%），用移液器反复吹打。 （2）将上述匀浆液室温放置5 min，待核酸和蛋白充分解离。每1 ml TRIzol试剂用量的匀浆液中加入0.2 ml氯仿，盖紧管盖，手动剧烈震摇15 s，然后室温静置2～3 min。 （3）4℃ 10,000 g，离心10 min。 （4）小心吸取上层水相（无色）加入到新试管中，同时计算所吸取的水相体积。 （5）加入所吸取水相等体积预冷的异丙醇，盖紧管盖，轻轻摇匀。 （6）室温静置10 min，待RNA充分沉淀。 （7）4℃ 10,000 g离心10 min。 （8）将上清弃除（注意别丢弃沉淀），每管加入1 ml 75%乙醇润洗，盖紧管盖，轻轻晃动离心管，以去除残留的异丙醇和盐份。4℃ 7,500 g离心5 min。 （9）将上清弃除，打开管盖，将RNA 沉淀干燥（室温挥发或真空干燥）。注意RNA沉淀不可完全干燥，否则难以溶解。 （10）将RNA沉淀溶解于适量的无RNase水中。 3.2.RNA琼脂糖凝胶电泳分析 提取好的RNA进行琼脂糖凝胶电泳，电泳图如下所示： 3.3.RNA浓度及纯度测定 3.4.RNA反转录为cDNA 3.4.1.基因组DNA去除 采用钟鼎公司的DNase I，在RNase free的离心管中配制如下混合液： 3.4.2.反转录反应 在PCR管中配制下列反应混合液： 65℃反应5 min，冰浴冷却。 在第一步的反应管中配制下列反转录反应液： 反转录反应条件的设置：30℃ 10 min，42℃ 30 min，95℃ 5 min。冰浴冷却。产物至于-20℃冰箱保存。 您与SCI只缺一个：《 RT-PCR技术服务 》 钟鼎生物官网

我也遇到相同的问题 求解答

具体的实验有具体的做法，去CNKI上查，会有收获的。

离心管不一定是pcr管，离心管按照其容量分好多种，常用的有1.5ml，2ml，5ml，15或者50ml，最小的一种（250ul）可作为pcr管使用。pcr反应板是96孔或者384孔的，是专门为批量反应设计的，其原理是pcr仪和测序仪的通量一般为96或者384，你可以上网搜一下图。至于裙边，这部分跟pcr本身就没什么关系了，有没有裙边主要是根据您使用的仪器决定的，比如有些测序仪上只能匹配半裙边的96孔板，而一般的pcr仪使用带不带裙边的板子都是一样的

因为圆的是突起的,水分经高温会蒸发到盖子顶部,因其突起有斜坡,水分会顺着趋势流下来,流入到管内.而平盖的,一是因为有时盖不紧,二是水分蒸发后到盖子顶部后会停留到盖内,积多了会从侧边流出流到管外去.如果想验证,可以做个对照.PCR做完后把两种情况下的体积测一下.

应该不会。污染主要有以下几点：（1）没有换枪头或操作不当污染了实验试剂；（2）PCR管，枪头等实验用品被污染；（3）PCR仪被污染。上面所提不具备严重污染的条件。

一般是0.2ml的。稍微大点或小点可能也可以。

常规材质，未做低吸附处理。如对液体蒸发方面要求高。需要购买货号PCR-02D-L-C单管进行试验，该货号的球面盖可以帮助液体回流。如仪器要求平盖，PCR-02-L-C也是可以的。

按要求应该灭菌。不过我有时灭，有时不灭，没发现有什么问题。

pcr八连管的英文翻译_百度翻译pcr八连管PCR eighth tubetube_百度翻译tube 英[tju:b] 美[tu:b] n. 管，管状物; 电子管; 地铁; 电视机; vt. 把…装管; 把…弄成管状; 用管输送; vi. 乘地铁; 不及格; [例句]He is fed by a tube that enters his nose.他靠鼻饲管进食。[其他] 第三人称单数：tubes 复数：tubes 现在分词：tubing 过去式：tubed过去分词：tubed

cDNA双链合成1. Superscipt II—RT合成第一链:1. 在一RNase-free的0.2ml PCR管中,加入xul mRNA(大约500ng)1ul Xho I Primer(1.4ug/ul)(5" GAGAGAGAGAGAGAGAGAGAACTAGTCTCGAGTTTTTTTTTTTTTTTTTT…3")11-x ul RNase-free water（大于500ng mRNA 分n管(500ng/tube)合成第一链, 第一链合成完毕后将n管合成一管进行第二链合成.）2. 混匀后,70℃反应10分钟;3. 反应完成后,立刻将反应体系置于冰上5min;4. 稍微离心一下,顺序加入以下试剂:4ul 5×first strand buffer2ul 0.1M DTT1ul 10mM dNTP(自己配制)5. 混匀，稍微离心反应物之后,42℃放置2分钟;6. 反应完成,趁热加入1 ul Superscipt II—RT,混匀;7. 42℃反应50分钟,然后70℃,15分钟灭活反转录酶.2. cDNA第二链的合成1. 第一链反应完成后,取2ul一链产物－20℃冰箱中保存，待电泳检测。其余的产物合并，混匀，然后顺序加入下列试剂(promega):20ul 10×DNA Polymerase I buffer6ul 10mM dNTP(自己配制)xul dd H2O1ul RNase H(2U/ul)10ul DNA Polymerase I(10U/ul)总体系为200ul;2. 混匀后,16℃反应2.5小时;3. 70℃灭活10分钟;4. 反应完成后,得到200ul cDNA第二链反应体系,将此体系置于冰上;5．取2ul二链产物，同保存的一链产物一起电泳鉴定。同时上1kb ladder，确定双链的大小范围。注：一链，二链的电泳图是smear，且二链稍比一链大一些。3. 双链cDNA末端补平1. 在第二链反应体系中,顺序加入下列试剂(promega):6ul 10mM dNTP2ul T4 DNA Polymerase(8.7U/ul)2ul BSA(10mg/ml)2. 稍微离心混匀反应物, 37℃反应至少30分钟,然后75℃灭活10分钟;3. 加入等体积酚/氯仿/异戊醇,剧烈振荡后,常温下13000g离心5分钟;4. 离心后,吸取上清于另一1.5ml eppendof管中,加入等体积氯仿,上下颠倒几次混匀后,常温下13000g离心5分钟;5. 吸取上清至另一eppendof管,加入1/10V3M NaAc(PH5.2)和2.5V预冷的无水乙醇,混匀,-20℃放置过夜以沉淀双链cDNA;6. 第二日,将昨日沉淀物在4℃,13000g离心60分钟以充分沉淀双链cDNA;7.离心完毕,弃上清,加入1ml 70%乙醇洗涤沉淀,常温下13000g离心5分钟;8.离心完毕,弃上清,干燥沉淀至无乙醇气味.注：第3，第4步可以用PCR 纯化试剂盒代替。PCR纯化试剂盒操作流程：1．溶液PE使用前应加入适量体积95%－100%的乙醇，混匀。2．向200ul二链补平产物中加入5倍体积的buffer PB，混匀。3．加入spin column中，13000rpm离心1min。4．加入0.75ml buffer PE，13000rpm离心1min。5．13000rpm，再离心1min。6．将spin column放入一新的离心管中，加入50ul buffer EB，静置10min。7．13000rpm离心2min。8．加入30ul buffer EB，静置10min。9．13000rpm离心2min。10．加入1/10体积3M的NaAc，2.5倍体积无水乙醇，混匀，－20℃沉淀过夜。4 EcoR I adaptor 加接1. 往双链cDNA沉淀中加入9ul EcoR I adaptor(400ng/ul),4℃至少放置30分钟以充分溶解cDNA沉淀;2. 溶解完成后,顺序加入下列试剂:1.2ul 10×Ligase Buffer1ul 10mM rATP1 ul T4 DNA Ligase(4U/ul)3. 混匀后,4℃连接3days,或者8℃过夜连接;5 双链cDNA末端的磷酸化及Xho I酶切1. 连接反应完成后,将反应体系70℃放置15分钟灭活T4 DNA Ligase;2. 稍微离心使反应物集中至管底,室温下放置5分钟,然后加入下列试剂:1ul 10×Ligase Buffer1ul 10mM rATP6ul dd H2O1ul T4 PNK(10U/ul)3. 37℃反应30分钟,然后70℃灭活15分钟;4. 稍微离心使反应物集中至管底;5. 室温放置5分钟;然后加入下列试剂:4ul Xho 10×Buffer2ul BSA5ul ddH2O8ul Xho I (10U/ul)6. 37℃反应1.5小时,然后65℃灭活酶10分钟;7. 反应完成,双链cDNA合成完毕。置于4℃准备回收。6.胶回收cDNA1．配制小胶数板（每个样品一板）：1%琼脂糖凝胶，2ul EB/300ml 胶2．取4℃保存样品上样，40ul/孔。3．电泳50V；1hr4．紫外灯下分别切下500~1kb、1.0-2.0kb及2.0-4.0kb cDNA 片段.，分别放入已做标记的1.5ml离心管中。5．称取胶重，加入三倍体积buffer QXI（例如，100mg胶中加入300ul buffer QXI）6．50℃ 水浴数分钟，至胶完全融化。用手指弹 QIAEX II 使重悬，每管中加入5ul QIAEXII7．50℃ 水浴10min，每隔2min 取出颠倒混匀数次，使QIAEX II 保持悬浮8．4℃，13000rpm，30sec。（弃上清，离心机中甩一下，吸取上清）9．加入500ul buffer QXI，轻弹管底使QIAEX II 重悬10． 离心并去上清（同操作8）11． 加入500ul buffer PE，重悬QIAEX II，离心30sec，去上清12． 再加入500ul buffer PE，重悬QIAEX II，离心30sec，弃上清，离心机中甩一下，吸去上清13． 超净台上吹干（至无乙醇味），加入10ul elution buffer，重悬QIAEX II，静置5min，13000rpm，30sec。吸上清，冰上放置。14． 取1ul上清上样电泳，同时做分子量标准（1kb ladder）及DNA含量标准（10ng，20ng）作对照。15． 将收回的cDNA置于-20℃内保存，据电泳结果，取适量DNA进行连接。注意事项：1．胶回收前电泳槽，电泳板，梳子等都要用1%的HCl浸泡过夜。2．胶回收时电压要稳定。 第一链的合成oligo(dT)引导的DNA合成法:利用真核mRNA分子所具有的poly(A)尾巴的特性,加入12-20个脱氧胸腺嘧啶核苷组成的oligo(dT)短片段,由反转录酶合成cDNA的第一链.缺 陷:因为逆转录酶无法到达mRNA分子的5"-末端,必须从3"-末端开始合成cDNA.对于大分子量的较长的mRNA分子而言,特别麻烦.随机引物引导的cDNA合成法 (randomly primed cDNA synthesis) :根据许多可能的序列,合成出6-10个核苷酸长的寡核苷酸短片段(混合物),作为合成第一链cDNA的引物.在应用这种混合引物的情况下,cDNA的合成可以从mRNA模板的许多位点同时发生,而不仅仅从3"-末端的oligo(dT)引物一处开始. 第二链的合成第一链的合成反应完成后，得到DNA/RNA杂交分子，在DNA聚合酶的作用下，以第一链为模版，合成cDNA的第二链。 变性降解除去杂交分子中的RNA,单链cDNA的3"端能够形成发夹状的结构作为引物,在大肠杆菌聚合酶I Klenow或反转录酶的作用下,合成cDNA的第二链.缺 点:在以S1核酸酶切割cDNA的发夹状结构时,会导致对应于mRNA 5"端的地方的序列出现缺失和重排. S1核酸酶的纯度不够时,会偶尔破坏合成的双链cDNA分子.自身引导法合成双链cDNA 原 理:以第一链合成产物cDNA:mRNA杂交体作为切口平移的模板,RNA酶H在杂交体的mRNA链上造成切口和缺口,产生一系列RNA引物,在大肠杆菌DNA聚合酶I的作用下合成cDNA的第二链.优点:a)合成cDNA的效率高b)直接利用第一链的反应产物,不需纯化c)避免使用S1核酸酶来切割双链cDNA3,引物-衔接头法

半定量RT-PCR一般是在没有条件做 实时PCR 的情况下使用，用于测定体内目的基因的表达增加减少与否，即通过目的基因跑出来的电泳带与管家基因(如β-actin)的电泳带的相对含量比较，观测目的基因表达增减，另外还要做一个β-actin的内参照对照。

不一样sanger法用化学方法一个碱基读取，然后在化学方法读下一个碱基PCR法，（末端终止法）4个PCR管分别加入（标记的A或T或C或G），其他成分一样。PCR时遇到标记的ATCG停止复制，最后得到分别以ATCG结尾的片段，电泳这些片段，就是DNA序列，PCR测序更高效快速

我帮你BS一楼。。。问反应体系，他给黏贴PCR的概念。。。。PCR反应体系，简单的说，就是PCR管子里所有东西的混合溶液，就是溶解有引物、模板DNA、游离碱基、Taq酶、甘油等等的水溶液。

1、紫外线透明真空管：紫外线透明真空管可以用于紫外线检测，但不能用于荧光检测，因为紫外线可以破坏荧光染料分子的结构，导致荧光信号降低或消失。2、玻璃真空管：玻璃真空管会吸收荧光信号，影响PCR检测结果的准确性。3、黑色或有色真空管：黑色或有色真空管会吸收荧光信号，导致PCR检测结果偏低。

如果用普通PCR检测不到条带是因为扩增模板量太低造成的，为了提高检测灵敏度和特异性，可以采用巢式PCR。其优点是： 1、克服了单次扩增平台期效应的限制，使扩增倍数提高，从而极大的提高了PCR的敏感性； 2、由于模板和引物的改变，降低了非特异性反应连续放大进行的可能性，保证了反应的特异性； 3、内侧引物扩增的模板是外侧引物扩增的产物，第二阶段反应能否进行，也是对第一阶段反应正确性的鉴定，因引可以保证整个反应的准确性及可行性。 但其亦有缺点： 进行第二次PCR坟增引起交叉污染的几率大。为了克服此缺点，可彩用同一反应管中巢式PCR，主要利用内外引物Tm值不同。 如果你已排除引物，酶，RNA提取，逆转录等等其他原因引起的PCR不成功，确定关键原因是模板量低的话，可以用巢式。但还是建议先排除一下其他可能因素，毕竟普通PCR简单。

PCR技术中复制完成不会切除引物，随着反应的继续，加入PCR反应管中的引物会不断地被消耗

跟质粒没什么必然关系吧，小白，哈。。。

PCR(PolymeraseChainReaction,聚合酶链反应)是一种选择性体外扩增DNA或RNA的方法.它包括三个基本步骤:(1)变性(Denature):目的双链DNA片段在94℃下解链;(2)退火(Anneal):两种寡核苷酸引物在适当温度(50℃左右)下与模板上的目的序列通过氢键配对;(3)延伸(Extension):在TaqDNA聚合酶合成DNA的最适温度下,以目的DNA为模板进行合成.由这三个基本步骤组成一轮循环,理论上每一轮循环将使目的DNA扩增一倍(图4),这些经合成产生的DNA又可作为下一轮循环的模板,所以经25-35轮循环就可使DNA扩增达106倍。关于这方面的知识可以去生物帮那里了解，技术文档、视频资源，产品信息都比较丰富的。给我的帮助蛮大的。如何做酶切反应?该问题看似什么简单：DNA中加上酶，然后保温一段时间就可以了。但是在实际操作过程中，我们不断听到：切不动，装不上。问题在什么地方?能系列生产限制性内切酶的公司国际上，就那么几个，位列前3的是NEB,Fermentas,SibEnzyme。这些公司提供酶的品质一般都能得到保证。您可以怀疑酶的质量问题，但是更多的问题来源于模板是否合适酶切要求。下面几点对你的酶切是有帮助的。1)成功酶切的关键是准备好模板DNA。DNA样品中不能含有有机溶剂(会使酶变性或产生星号货性)，不能含有干扰酶活性的污染物质，不能含有高浓度的EDTA(TE中的EDTA浓度较低，对Mg的浓度影响较小);同时要对DNA甲基化程度及其对酶切效率的影响要做到心中有数。2)选用合适的酶。根据酶切序列选用，特别注意选用甲基化对酶活性的干扰。3)正确使用和保存酶。酶需要保存在-20度的低温环境中，只是在需要用酶才从冰箱中取出来。运输和临时存放时需要将酶至于冰上。手拿酶管时不要接触酶管下步含酶的部分，移酶时尽可能用长TIP,避免污染。用完后需要及时送回原处。注意：酶通常是最后加。所有4)反应体积需要根据实验目的定，常规的酶切一般要维持在10-50ul，酶切鉴定10-20ul就可以了。5)模板浓度问题：浓度过高，溶液黏度过大，酶不能有效扩散，酶切效果不会好。浓度过低，也会影响酶活性。6)　注意模板用量和反应体积的关系。对酶用量，模板用量，反应体积等要素的确定需要的是时间和经验的积累。7)酶切反应的各个组分加完后，需要用TIP小心混匀几次，shortspin一下就可以保温了。一般不能使用振荡器混匀。8)反应温度的选择。一般反应都用37度，但是SmaI的最适合温度是25度，37度时酶仍表现出活性，但是效率下降50%。部分从耐热菌制备的酶需要在37度以上的温度反应，如TaqI的最适温度为65度，37度保温，效率仅为前者的1/10。9)反应时间的选择。一般酶切鉴定30分钟就可以了。要完全酶切可以采用少量的酶长时间反应，或较高的酶量短时间处理都可以达到。在使用高酶量的时候需要注意甘油的最终浓度不要超过5%，也就是说10ul的体系，酶的用量不要超过1ul。10)是否和如何终止反应?酶切鉴定之类的实验不需要特殊处理。灭活的手段：加入高浓度的EDTA;65度或80度热处理20-30分钟;部分从高温菌纯化出来的内切酶由于最适的反应温度比较高，热处理灭活不一定完全，需要用苯酚/氯仿/乙醇方法纯化;电泳回收也是实验室常用除酶的手段。可以参考：pleaseclicktoconnectwww.bio1000.com/zt/experiment/rtpcr.html.hopethaticanhelpyouPCR反应中的主要成份1.引物：PCR反应产物的特异性由一对上下游引物所决定。引物的好坏往往是PCR成败的关键。引物设计和选择目的DNA序列区域时可遵循下列原则：(1)引物长度约为16-30bp，太短会降低退火温度影响引物与模板配对，从而使非特异性增高。太长则比较浪费,且难以合成。(2)引物中G+C含量通常为40%-60%,可按下式粗略估计引物的解链温度Tm=4(G+C)+2(A+T).(3)四种碱基应随机分布，在3"端不存在连续3个G或C,因这样易导致错误引发。(4)引物3"端最好与目的序列阅读框架中密码子第一或第二位核苷酸对应,以减少由于密码子摆动产生的不配对。(5)在引物内,尤其在3"端应不存在二级结构。(6)两引物之间尤其在3"端不能互补,以防出现引物二聚体,减少产量。两引物间最好不存在4个连续碱基的同源性或互补性。(7)引物5"端对扩增特异性影响不大,可在引物设计时加上限制酶位点、核糖体结合位点、起始密码子、缺失或插入突变位点以及标记生物素、荧光素、地高辛等.通常应在5"端限制酶位点外再加1-2个保护碱基。(8)引物不与模板结合位点以外的序列互补。所扩增产物本身无稳定的二级结构,以免产生非特异性扩增,影响产量。(9)简并引物应选用简并程度低的密码子,例如选用只有一种密码子的Met,3"端应不存在简并性。否则可能由于产量低而看不见扩增产物。PCR反应参数1.变性：在第一轮循环前,在94℃下变性5-10min非常重要,它可使模板DNA完全解链,然后加入TaqDNA聚合酶(hotstart),这样可减少聚合酶在低温下仍有活性从而延伸非特异性配对的引物与模板复合物所造成的错误。变性不完全,往往使PCR失败,因为未变性完全的DNA双链会很快复性,减少DNA产量.一般变性温度与时间为94℃1min。在变性温度下,双链DNA解链只需几秒钟即可完全,所耗时间主要是为使反应体系完全达到适当的温度。对于富含GC的序列,可适当提高变性温度.但变性温度过高或时间过长都会导致酶活性的损失。2.退火：引物退火的温度和所需时间的长短取决于引物的碱基组成，引物的长度、引物与模板的配对程度以及引物的浓度.实际使用的退火温度比扩增引物的Tm值约低5℃。一般当引物中GC含量高,长度长并与模板完全配对时,应提高退火温度。退火温度越高,所得产物的特异性越高。有些反应甚至可将退火与延伸两步合并,只用两种温度(例如用60℃和94℃)完成整个扩增循环,既省时间又提高了特异性。退火一般仅需数秒钟即可完成,反应中所需时间主要是为使整个反应体系达到合适的温度。通常退火温度和时间为37℃-55℃,1-2min。3.延伸：延伸反应通常为72℃,接近于TaqDNA聚合酶的最适反应温度75℃.实际上,引物延伸在退火时即已开始,因为TaqDNA聚合酶的作用温度范围可从20℃-85℃.延伸反应时间的长短取决于目的序列的长度和浓度.在一般反应体系中,TaqDNA聚合酶每分钟约可合成2kb长的DNA。延伸时间过长会导致产物非特异性增加.但对很低浓度的目的序列,则可适当增加延伸反应的时间。一般在扩增反应完成后,都需要一步较长时间(10-30min)的延伸反应,以获得尽可能完整的产物,这对以后进行克隆或测序反应尤为重要。4.循环次数：当其它参数确定之后,循环次数主要取决于DNA浓度。一般而言25-30轮循环已经足够。循环次数过多,会使PCR产物中非特异性产物大量增加。通常经25-30轮循环扩增后,反应中TaqDNA聚合酶已经不足,如果此时产物量仍不够,需要进一步扩增,可将扩增的DNA样品稀释103-105倍作为模板,重新加入各种反应底物进行扩增,这样经60轮循环后,扩增水平可达109-1010。扩增产物的量还与扩增效率有关,扩增产物的量可用下列公式表示:C=C0(1+P)n。其中：C为扩增产物量,C0为起始DNA量,P为增效率,n为循环次数。在扩增后期,由于产物积累,使原来呈指数扩增的反应变成平坦的曲线,产物不再随循环数而明显上升,这称为平台效应。平台期会使原先由于错配而产生的低浓度非特异性产物继续大量扩增，达到较高水平。因此，应适当调节循环次数，在平台期前结束反应，减少非特异性产物。