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PCR产物的电泳检测时间
一般为48h以内，有些最好于当日电泳检测，大于48h后带型不规则甚致消失。
假阴性，不出现扩增条带
PCR反应的关键环节有①模板核酸的制备，②引物的质量与特异性，③酶的质量及， ④PCR循环条件。寻找原因亦应针对上述环节进行分析研究。
模板：①模板中含有杂蛋白质，②模板中含有Taq酶抑制剂，③模板中蛋白质没有消 化除净，特别是染色体中的组蛋白，④在提取制备模板时丢失过多，或吸入酚。⑤模 板核酸变性不彻底。在酶和引物质量好时，不出现扩增带，极有可能是标本的消化处 理，模板核酸提取过程出了毛病，因而要配制有效而稳定的消化处理液，其程序亦应 固定不宜随意更改。
酶失活：需更换新酶，或新旧两种酶同时使用，以分析是否因酶的活性丧失或不够而 导致假阴性。需注意的是有时忘加Taq酶或溴乙锭。
引物：引物质量、引物的浓度、两条引物的浓度是否对称，是PCR失败或扩增条带不 理想、容易弥散的常见原因。有些批号的引物合成质量有问题，两条引物一条浓度 高，一条浓度低，造成低效率的不对称扩增，对策为：①选定一个好的引物合成单 位。②引物的浓度不仅要看OD值，更要注重引物原液做琼脂糖凝胶电泳，一定要有引物条带出现，而且两引物带的亮度应大体一致，如一条引物有条带，一条引物无条带，此时做PCR有可能失败，应和引物合成单位协商解决。如一条引物亮度高，一条亮度低，在稀释引物时要平衡其浓度。③引物应高浓度小量分装保存，防止多次冻融或长期放冰箱冷藏部分，导致引物变质降解失效。④引物设计不合理，如引物长度不够，引物之间形成二聚体等。
Mg2+浓度：Mg2+离子浓度对PCR扩增效率影响很大，浓度过高可降低PCR扩增的特 异性，浓度过低则影响PCR扩增产量甚至使PCR扩增失败而不出扩增条带。
反应体积的改变：通常进行PCR扩增采用的体积为20ul、30ul、50ul。或100ul，应用多 大体积进行PCR扩增，是根据科研和临床检测不同目的而设定，在做小体积如20ul 后，再做大体积时，一定要模索条件，否则容易失败。
物理原因：变性对PCR扩增来说相当重要，如变性温度低，变性时间短，极有可能出现假阴性;退火温度过低，可致非特异性扩增而降低特异性扩增效率退火温度过高影响引物与模板的结合而降低PCR扩增效率。有时还有必要用标准的温度计，检测一下扩增仪或水溶锅内的变性、退火和延伸温度，这也是PCR失败的原因之一。
靶序列变异：如靶序列发生突变或缺失，影响引物与模板特异性结合，或因靶序列某 段缺失使引物与模板失去互补序列，其PCR扩增是不会成功的。
假阳性
出现的PCR扩增条带与目的靶序列条带一致，有时其条带更整齐，亮度更高。
引物设计不合适：选择的扩增序列与非目的扩增序列有同源性，因而在进行PCR扩增时，扩增出的PCR产物为非目的性的序列。靶序列太短或引物太短，容易出现假阳性。需重新设计引物。
靶序列或扩增产物的交叉污染：这种污染有两种原因：一是整个基因组或大片段的交叉污染，导致假阳性。这种假阳性可用以下方法解决：操作时应小心轻柔，防止将靶序列吸入加样枪内或溅出离心管外。除酶及不能耐高温的物质外，所有试剂或器材均应高压消毒。所用离心管及样进枪头等均应一次性使用。必要时，在加标本前，反应管和试剂用紫外线照射，以破坏存在的核酸。二是空气中的小片段核酸污染，这些小片段比靶序列短，但有一定的同源性。可互相拼接，与引物互补后，可扩增出PCR产物，而导致假阳性的产生，可用巢式PCR方法来减轻或消除。
出现非特异性扩增带
PCR扩增后出现的条带与预计的大小不一致，或大或小，或者同时出现特异性扩增带 与非特异性扩增带。非特异性条带的出现，其原因：一是引物与靶序列不完全互补、 或引物聚合形成二聚体。二是Mg2+离子浓度过高、退火温度过低，及PCR循环次数 过多有关。其次是酶的质和量，往往一些来源的酶易出现非特异条带而另一来源的酶 则不出现，酶量过多有时也会出现非特异性扩增。其对策有：必要时重新设计引 物。减低酶量或调换另一来源的酶。降低引物量，适当增加模板量，减少循环次 数。适当提高退火温度或采用二温度点法(93℃变性，65℃左右退火与延伸)。
出现片状拖带或涂抹带
PCR扩增有时出现涂抹带或片状带或地毯样带。其原因往往由于酶量过多或酶的质量 差，dNTP浓度过高，Mg2+浓度过高，退火温度过低，循环次数过多引起。其对策有：减少酶量，或调换另一来源的酶。②减少dNTP的浓度。适当降低Mg2+浓 度。增加模板量，减少循环次数。
克隆PCR产物
1)克隆PCR产物的最优条件是什么？
最佳插入片段：载体比需实验确定。1：1（插入片段：载体）常为最佳比，摩尔数比1：8或8：1也行。应测定比值范围。连接用5ul 2X连接液, 50ng质粒DNA,1Weiss单位的T4连接酶，插入片段共10ul。室温保温1小时，或4℃过夜。在这2种温度下，缺T-凸出端的载体会自连，产生蓝斑。室温保温1小时能满足大多数克隆要求，为提高连接效率，需4℃过夜。
2)PCR产物是否需要用凝胶纯化？
如凝胶分析扩增产物只有一条带，不需要用凝胶纯化。如可见其他杂带，可能是积累了大量引物的二聚体。少量的引物二聚体的摩尔数也很高，这会产生高比例的带有引物二聚体的克隆，而非目的插入片段。为此需在克隆前做凝胶纯化。
3)如果没有回收到目的片段，还需要作什么对照实验？
A）涂布未转化的感受态细胞。
如有菌落，表明氨苄失效，或污染上带有氨苄抗型的质粒，或产生氨苄抗型的菌落。
B）转化完整质粒，计算菌落生长数，测定转化效率。
例如，将1ug/ul质粒1:100稀释,1ul用于100ul感受态细胞转化。用SOC稀释到1000ul后，用100ul铺板。培养过夜，产生1000个菌落。转化率为： 产生菌落的总数/铺板DNA的总量。
铺板DNA的总量是转化反应所用的量除以稀释倍数。具体而言转化用10ng DNA，用SOC稀释到1000u后含10 ng DNA，用1/10铺板，共用1 ng DNA。转化率为：
1000克隆X10（3次方） ng /铺板1 ng DNA ug=10（6次方）cfu/ ug
转化pGEM-T应用10（8次方）cfu/ ug感受态细胞
如没有菌落或少有菌落，感受态细胞的转化率太低。
C）如用pGEM-T正对照，或PCR产物，产生>20-40蓝斑（用指定步骤10（8次方）cfu/ ug感受态细胞），表明载体失去T。可能是连接酶污染了核酸酶。T4 DNA连接酶（M1801，M1804，M1794）质量标准好无核酸酶污染，不应用其它来源的T4 DNA连接酶替换。
D）用pGEM-T或pGEM-T Easy载体，连接pGEM-T正对照，转化高频率感受态细胞（10（8次方）cfu/ug）,按照指定的实验步骤，可得100个菌落，其中60%应为白斑，如产生>20-40蓝斑, 没有菌落或少有菌落，连接有问题。
4)对照实验结果好，却没有回收到目的片段，实验出了什么问题？
A）连接用室温保温1小时，能满足大多数克隆，为提高效率，需4℃过夜。
B）插入片段带有污染，使3`-T缺失，或抑制连接，抑制转化。为此，将插入片段和pGEM-T正对照混合，再连接。如降低了对照的菌落数，插入片段需纯化，或重新制备。如产生大量的蓝斑，插入片段污染有核酸酶，使pGEM-T或pGEM-T Easy载体3`-T缺失。
C）插入片段不适于连接。用凝胶纯化的插入片段，因受UV过度照射，时有发生。UV过度照射会产生嘧啶二聚体，不利于连接，DNA必需重新纯化。
D）带有修复功能的耐热DNA聚合酶的扩增产物末端无A，后者是pGEM-T或pGEM-T Easy载体克隆所需。加Taq DNA聚合酶和核苷酸可在末端加A。详情查pGEM-T pGEM-T Easy载体技术资料（TM042）。
E）高度重复序列可能会不稳定，在扩增中产生缺失和重排，如发现插入片段高频率地产生缺失和重排，需用重组缺陷大肠杆菌菌株，如SURE细胞
PCR反应体系与反应条件
标准的PCR反应体系：
10×扩增缓冲液 10ul
4种dNTP混合物 各200umol/L
引物 各10～100pmol
模板DNA 0.1～2ug
Taq DNA聚合酶 2.5u
Mg2+ 1.5mmol/L
加双或三蒸水至 100ul
PCR反应五要素： 参加PCR反应的物质主要有五种即引物、酶、dNTP、模板和Mg2+
引物： 引物是PCR特异性反应的关键，PCR 产物的特异性取决于引物与模板DNA互补的程度。理论上，只要知道任何一段模板DNA序列， 就能按其设计互补的寡核苷酸链做引物，利用PCR就可将模板DNA在体外大量扩增。
设计引物应遵循以下原则：
①引物长度： 15-30bp，常用为20bp左右。
②引物扩增跨度： 以200-500bp为宜，特定条件下可扩增长至10kb的片段。
③引物碱基：G+C含量以40-60%为宜，G+C太少扩增效果不佳，G+C过多易出现非特异条带。ATGC最好随机分布，避免5个以上的嘌呤或嘧啶核苷酸的成串排列。
④避免引物内部出现二级结构，避免两条引物间互补，特别是3"端的互补，否则会形成引物二聚体，产生非特异的扩增条带。
⑤引物3"端的碱基，特别是最末及倒数第二个碱基，应严格要求配对，以避免因末端碱基不配对而导致PCR失败。
⑥引物中有或能加上合适的酶切位点， 被扩增的靶序列最好有适宜的酶切位点， 这对酶切分析或分子克隆很有好处。
⑦引物的特异性：引物应与核酸序列数据库的其它序列无明显同源性。引物量： 每条引物的浓度0.1～1umol或10～100pmol，以最低引物量产生所需要的结果为好，引物浓度偏高会引起错配和非特异性扩增，且可增加引物之间形成二聚体的机会。
酶及其浓度 目前有两种Taq DNA聚合酶供应， 一种是从栖热水生杆菌中提纯的天然酶，另一种为大肠菌合成的基因工程酶。催化一典型的PCR反应约需酶量2.5U(指总反应体积为100ul时)，浓度过高可引起非特异性扩增，浓度过低则合成产物量减少。
dNTP的质量与浓度 dNTP的质量与浓度和PCR扩增效率有密切关系，dNTP粉呈颗粒状，如保存不当易变性失去生物学活性。dNTP溶液呈酸性，使用时应配成高浓度后，以1M NaOH或1M Tris。HCL的缓冲液将其PH调节到7.0～7.5，小量分装， -20℃冰冻保存。多次冻融会使dNTP降解。在PCR反应中，dNTP应为50～200umol/L，尤其是注意4种dNTP的浓度要相等( 等摩尔配制)，如其中任何一种浓度不同于其它几种时(偏高或偏低)，就会引起错配。浓度过低又会降低PCR产物的产量。dNTP能与Mg2+结合，使游离的Mg2+浓度降低。
模板(靶基因)核酸 模板核酸的量与纯化程度，是PCR成败与否的关键环节之一，传统的DNA纯化方法通常采用SDS和蛋白酶K来消化处理标本。SDS的主要功能是： 溶解细胞膜上的脂类与蛋白质，因而溶解膜蛋白而破坏细胞膜，并解离细胞中的核蛋白，SDS 还能与蛋白质结合而沉淀； 蛋白酶K能水解消化蛋白质，特别是与DNA结合的组蛋白，再用有机溶剂酚与氯仿抽提掉蛋白质和其它细胞组份，用乙醇或异丙醇沉淀核酸。提取的核酸即可作为模板用于PCR反应。一般临床检测标本，可采用快速简便的方法溶解细胞，裂解病原体，消化除去染色体的蛋白质使靶基因游离，直接用于PCR扩增。RNA模板提取一般采用异硫氰酸胍或蛋白酶K法，要防止RNase降解RNA。
Mg2+浓度 Mg2+对PCR扩增的特异性和产量有显著的影响，在一般的PCR反应中，各种dNTP浓度为200umol/L时，Mg2+浓度为1.5～2.0mmol/L为宜。Mg2+浓度过高，反应特异性降低，出现非特异扩增，浓度过低会降低Taq DNA聚合酶的活性，使反应产物减少。
PCR反应条件的选择
PCR反应条件为温度、时间和循环次数。
温度与时间的设置： 基于PCR原理三步骤而设置变性-退火-延伸三个温度点。在标准反应中采用三温度点法，双链DNA在90～95℃变性，再迅速冷却至40 ～60℃，引物退火并结合到靶序列上，然后快速升温至70～75℃，在Taq DNA 聚合酶的作用下，使引物链沿模板延伸。对于较短靶基因(长度为100～300bp时)可采用二温度点法， 除变性温度外、退火与延伸温度可合二为一，一般采用94℃变性，65℃左右退火与延伸(此温度Taq DNA酶仍有较高的催化活性)。
①变性温度与时间：变性温度低，解链不完全是导致PCR失败的最主要原因。一般情况下，93℃～94℃min足以使模板DNA变性，若低于93℃则需延长时间，但温度不能过高，因为高温环境对酶的活性有影响。此步若不能使靶基因模板或PCR产物完全变性，就会导致PCR失败。
②退火(复性)温度与时间：退火温度是影响PCR特异性的较重要因素。变性后温度快速冷却至40℃～60℃，可使引物和模板发生结合。由于模板DNA 比引物复杂得多，引物和模板之间的碰撞结合机会远远高于模板互补链之间的碰撞。退火温度与时间，取决于引物的长度、碱基组成及其浓度，还有靶基序列的长度。对于20个核苷酸，G+C含量约50%的引物，55℃为选择最适退火温度的起点较为理想。引物的复性温度可通过以下公式帮助选择合适的温度：
Tm值(解链温度)=4(G+C)＋2(A+T)
复性温度=Tm值-(5～10℃)
在Tm值允许范围内， 选择较高的复性温度可大大减少引物和模板间的非特异性结合， 提高PCR反应的特异性。复性时间一般为30～60sec，足以使引物与模板之间完全结合。
③延伸温度与时间：Taq DNA聚合酶的生物学活性：
70～80℃ 150核苷酸/S/酶分子
70℃ 60核苷酸/S/酶分子
55℃ 24核苷酸/S/酶分子
高于90℃时， DNA合成几乎不能进行。
PCR反应的延伸温度一般选择在70～75℃之间，常用温度为72℃，过高的延伸温度不利于引物和模板的结合。PCR延伸反应的时间，可根据待扩增片段的长度而定，一般1Kb以内的DNA片段，延伸时间1min是足够 的。3～4kb的靶序列需3～4min；扩增10Kb需延伸至15min。延伸进间过长会导致非特异性扩增带的出现。对低浓度模板的扩增，延伸时间要稍长些。
北营 -
首先在设计引物的时候,要注意避免产生引物二聚体.现在的引物设计软件都会有一个dimer的选项,可以看出你设计的引物是否会发生二聚体.如果会形成二聚体,并且序列不能有大的变动,那就注意一下在3"端别发生dimer的互补.其次,在PCR时提高退火温度可以提高PCR的特异性,可以减少引物二聚体.
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首先在设计引物的时候,要注意避免产生引物二聚体.现在的引物设计软件都会有一个dimer的选项,可以看出你设计的引物是否会发生二聚体.如果会形成二聚体,并且序列不能有大的变动,那就注意一下在3"端别发生dimer的互补.其次,在PCR时提高退火温度可以提高PCR的特异性,可以减少引物二聚体.
在做PCR时，出现引物二聚体
别的组的同学用的引物跟你的引物是一样的吗？如果一样的话，那就要考虑您的模板质量的问题了。如果扩增不成功，电泳图的底部都会有引物的条带。2023-07-02 08:53:172
什么是引物二聚体 引物二聚体介绍
1. 引物二聚体是引物3端不匹配放大形成的。 2. 引物二聚体的出现是必然的，但这或多或少是个问题。电泳时引物二聚体带的缺失并不意味着没有二聚体，而是其含量低，我们肉眼是看不到的。提高PCR的严格程度(包括提高退火温度和降低引物浓度)可以大大降低二聚体的浓度。2023-07-02 08:53:231
怎样消除引物二聚体
首先在设计引物的时候,要注意避免产生引物二聚体.现在的引物设计软件都会有一个dimer的选项,可以看出你设计的引物是否会发生二聚体.如果会形成二聚体,并且序列不能有大的变动,那就注意一下在3"端别发生dimer的互补. 其次,在PCR时提高退火温度可以提高PCR的特异性,可以减少引物二聚体.2023-07-02 08:53:321
什么是引物二聚体 引物二聚体介绍
1、引物二聚体是引物的3端间相互错配扩增形成的。 2、引物二聚体的出现是必然的，只是或多或少的问题，电泳时看不到引物二聚体带也不代表没有二聚体出现，只是含量低我们 的肉眼看不到而已。提高PCR严谨性(包括提高退火温度，降低引物浓度等)可大大降低二聚体的浓度。2023-07-02 08:53:411
pcr产物放置一段时间后引物二聚体变多？
不会，引物二聚体的产生原因是引物之间存在大量的碱基互补配对的情况，引物在PCR过程已被消耗，放置中不会新增二聚体。在PCR体系中减少引物用量，或者提高退火温度可减少二聚体的产生。2023-07-02 08:53:481
引物二聚体的位置会变化吗
引物二聚体的位置会变化。在PCR扩增反应的退火步骤中，引物二聚体结构会被局部地破坏，然后在下一个延伸步骤中被重组。因此，引物二聚体的位置不是固定不变的，而是会在PCR的不同步骤和不同条件下变化。2023-07-02 08:53:561
primer5设计引物怎么去掉二聚体
首先在设计引物的时候,要注意避免产生引物二聚体.现在的引物设计都会有一个dimer的选项,可以看出你设计的引物是否会发生二聚体.如果会形成二聚体,并且序列不能有大的变动,那就注意一下在3"端别发生dimer的互补. 其次,在PCR时提高退火温度可。2023-07-02 08:54:041
如何区分非特异和引物二聚体
1、非特异扩增产物的大小通常是错误的。因此，可以通过电泳分离PCR产物并进行大小分析，以确定是否存在非特异扩增。2、引物二聚体的产生通常是由于引物序列之间的互补性过高，因此可以通过改变引物序列的设计，使其互补性降低，减少引物二聚体的发生。2023-07-02 08:54:111
请问引物设计有二聚体,你说看产生二聚体的位置，再修改相应部分碱基..,怎么修改?举例说明一下
其实在设计的时候，能够从软件上看到，产生二聚体的位置，就是两条引物上，哪里发生了互补。通常如果用Primer设计的话，我们认为一般互补碱基数在6个一下，且主要以AT组成的话，通过提高退火温度就可以解决引物二聚体的问题。但是如果这两条引物互补碱基数过多，且又以GC为主的话，就得要稍微前后挪动引物的物质，避开这段区域，因为如果两条引物各自挪动一点的话，可以尽量避开这个位置。我个人不是很建议修改碱基，因为如果引物是严格与模板互补的，由于这种修改，可能会导致引入突变位点，导致最后的实验结果有误。如果确认修改序列今后会被切掉，或者确实不影响，就将互补的碱基做一个替换，防止互补。2023-07-02 08:54:181
引物二聚体会使主带弥散吗
会。根据查询引物二聚体相关信息得知，引物二聚体会使主带弥散，条带越短，弥散越严重，由于引物二聚体很短，在NGS文库的磁珠纯化过程中，大部分引物二聚体溶解于水相而被去除，只要引物二聚体被去除干净了，就不会弥散了。2023-07-02 08:54:471
如何减少和避免引物二聚体
1从引物自身 着手，重新设计引物，这是最根本解决这一问题的办法;2.可能模板有问题;模板浓度过小，适当加大模板量;3.Taq酶，引物，Mg2+浓度可能过高，可 降低它们的浓度;4.取你所要加的上下游引物混合后，在100摄氏度下的沸水中煮5分钟，然后迅速拿出至于冰块之上瞬时冷却，这时再加入反应体系当中，引 物二聚体就会消失的;理由:引物可能会发生发夹结构,自身环化等结构,在100摄氏度下的沸水中煮5分钟可使引物变为单链，以减少二聚体。不过有人认为在 PCR仪上95度变性5min也同样达到目的，而且成功试过通过延长退火时间也可以消除引物二聚体。5.所配MIX中加5%的甘油或者5%的DMSO，可 以增强特异性;6.PCR反应体系的配制在冰上进行，最后加TAq酶，PCR结束后，产物勿放置在室温下过长时间，有人认为室温下有些TAQ酶会将多余的 引物合成为二聚体。7.增加循环数;8.降低退火温度后有条带，则应逐渐提高温度，若提高温度的同时产物量减少，则考虑增加镁离子浓度(根据扩增片断长度 而定，片段长则相应镁离子浓度应该高一些);9.若降低退火温度，发现还是只有引物二聚体，而且镁离子的浓度在20-25mmol/l没有区别，则考虑 Buffer等试剂没有完全融解、混匀，导致吸取的试剂浓度不对。10.以上次的pcr产物作模板二次pcr，可以提高引物与模板的特异性，减少引物二聚 体，如果两次时间间隔短的话，可以把原产物稀释100-1000倍，如果间隔较长可以稀释50-100倍;2023-07-02 08:54:551
pcr 扩增产生大量引物二聚体的原因
除了楼上2位的建议，我建议可以适当增加模版浓度哈2023-07-02 08:55:053
引物二聚体 为什么要消除它
因为引物是要和模版结合的，如果形成了二聚体就没法有效结合模板了啊没法起到引物的作用2023-07-02 08:55:122
引物是如何扩增形成引物二聚体的?
一对引物之间,或者引物自身有连续3个以上的可以互补结合的碱基对,就容易发生聚合,形成二聚体.2023-07-02 08:55:191
什么是引物二聚体,它对PCR反应有什么影响?
是在pcr反应中,两条引物上的互补碱基相结合形成的聚合体,这种聚合体出现了,就相当于原本可以扩增的原料链减少了,即会导致扩增的效率降低,所以最好能避免这种物质的出现.2023-07-02 08:55:261
PCR引物二聚体太亮怎么办
试着降低引物浓度2023-07-02 08:55:364
pcr 扩增产生大量引物二聚体的原因
引物3"端末端有互补序列,这样造成引物以引物为模板进行延伸,造成引物二聚体.2023-07-02 08:55:451
pcr如果只有引物二聚体时应该怎样调整
首先检查模板有没问题，然后降低PCR退火温度试试，降低退火温度可增加引物的结合量，但也增加了错配可能。也可以换种PCR Mix。还不行的话换对引物二聚体少的引物。2023-07-02 08:55:521
进行PCR扩增时为什么将cDNA模板稀释以后就出现引物二聚体了？
确认是引物二聚体？请问有无做空白对照，空白对照的情况又是如何？2023-07-02 08:56:016
PCR中产生的引物二聚体大概是多少bp?
一般是低于100bp的~通常用DL2000的MARKER,则一般出现在最下面,100bp的条带以下~2023-07-02 08:56:271
减少PCR产物中引物二聚体的方法?
PCR反应过程中产生引物二聚体是做PCR的各位战友经常遇到的问题，下面介绍一些减少引物二聚体的方法： 1. 从引物自身着手，重新设计引物，这是最根本解决这一问题的办法；2. 可能模板有问题；3. 模板浓度过小，适当加大模板量；4. Taq酶，引物，Mg2+浓度可能过高，可降低它们的浓度；5. 取你所要加的上下游引物混合后，在100摄氏度下的沸水中煮5分钟，然后迅速拿出至于冰块之上瞬时冷却，这时再加入反应体系当中，引物二聚体就会消失的；6. 所配MIX中加5%的甘油或者5%的DMSO，可以增强特异性； 7. PCR反应体系的配制在冰上进行，最后加TAq酶，PCR结束后，产物勿放置在室温下过长时间，有人认为室温下有些TAQ酶会将多余的引物合成为二聚体； 8. 增加循环数；9. 降低退火温度后有条带，则应逐渐提高温度，若提高温度的同时产物量减少，则考虑增加镁离子浓度（根据扩增片断长度而定，片段长则相应镁离子浓度应该高一些）；10. 若降低退火温度，发现还是只有引物二聚体，而且镁离子的浓度在 20-25mmol/l没有区别，则考虑Buffer等试剂没有完全融解、混匀，导致吸取的试剂浓度不对；11. 以上次的PCR产物作模板二次PCR，可以提高引物与模板的特异性，减少引物二聚体，如果两次时间间隔短的话，可以把原产物稀释100－1000倍，如果间隔较长可以稀释50－100倍。2023-07-02 08:56:341
pcr引物为何是2n-2
首先PCR技术扩增目的基因DNA扩增【约】为2的n此方，不是2n。这是因为目的基因的DNA受热后接旋成单链，引物再与单链件几乎不结合，并在DNA聚合酶作用下延伸，但其结合时的循环并不只有一个引物结合。2023-07-02 08:56:422
做实时定量PCR时，如果有引物二聚体，对实验结果有什么影响吗
荧光定量PCR是通过荧光染料或荧光标记的特异性的探针，对PCR产物进行标记跟踪，实时在线监控反应过程，结合相应的软件可以对产物进行分析，计算待测样品模板的初始浓度。|||原理不同：荧光定量pcr实时监测与dna结合的荧光染料激发的荧光；普通pcr通过检测插入dna中核算染料的量来测定pcr最终产物量，一般是紫外光。反应要求：荧光定量对扩增片段有较高的要求，一般为100-300bp；普通定量可以扩增长点的片段。如果不需要检测产物分子量大小，荧光定量可以不进行电泳就对产物进行定量分析，普通pcr必须电泳。结果：荧光定量可以实现精确定量，普通pcr则不行。荧光定量体现可以看到整个扩增过程，可以看到扩增效率，溶解温度，直接得到的标准曲线等，这些是普通pcr无法实现的。|||这个还真不大清楚|||貌似前者是定量，后者属于半定量。|||简单的讲PCR技术最早是用于扩增一段特异的PCR片段，用于克隆、测序等实验，后来也将其用于样本中特异的PCR片段有无或非很粗的相对定量，而荧光定量PCR技术则是为了测定样本中特异的PCR片段相对及绝对量，是一种测定特异的PCR片段含量的方式。如测定病人样本中病原体的含量、实验样本中某一特定的mRNA的含量等。前些年有人讲过普通PCR后，通过电泳也可以进行定量，其实是将PCR产物的定量与PCR样本中模板定量相混了。近两年没有人再讲这类的话了。|||引物设计是sybr定量PCR法的最大难点，机会好的话，设计一对引物就能得到很好的结果，机会不好的话7、8对引物也出不来，我就遇到过这样的问题，我在prime5.0上设计了8对引物，符合实验要求的一对也没有，我把退火温度提高到了68度也没能把引物二聚体搞定，后来我想通了，可能我这对引物把其它序列扩增出来了，而且扩增效率很高（我一个同学设计了十几对才找到一对好用的）。记住primer5.0设计出来的100%好的引物，到了定量PCR上不一定好使，这是我最大的经验。定量pCR的引物对匹配度要求不高，我现在使用的引物就有几个碱基不匹配，但实验结果很好。有一个办法可以帮助我们绕过引物设计这道坎，直接到罗氏网站上专区上找引物。罗氏网站在线有一个引物设计软件，你只要找好你目的基因的种属，输入你的片段序列就可以得到你要的引物。这个软件有很大的好处，他会自动地把你的种属序列背景扣除，最大限度地去除引物二聚体产生的可以。2023-07-02 08:57:331
PCR之后电泳没有条带,连引物二聚体都没有?这是怎么回事了?
我个人觉得你应该先从引物考虑 虽然PCR过程中受很多因素的影响但是引物和退火温度无疑是很重要的两个方面 没出现引物二聚体只能说你设计的两端的引物没有错配啊等等 你可以找有经验的师兄师姐帮你设计引物看看顺便啊学习一下引物设计的经验 引物到了之后,你可以先跑个沉降PCR看看比较适合退火温度 我也听师兄说过可以跑个TOUCHDOWN 另外你可以把Mg离子以及DNTP还有各个溶剂的量调高一些看能不能有东西用我师姐的话说如果这都跑不出那就没希望了.但是一般是可以跑出来的~2023-07-02 08:57:391
pcr发现引物p出两条,qpcr一定结果不好吗
影响不大.探针法没影响,染料掺入法,现在的仪器都自动刷掉那些长度太小的扩增信号. 有人说可能对溶解曲线产生影响,不过我做染料掺入法做的少,没试过. 当然在设计引物时避免引物形成自身二聚体或互相二聚体是最好的,实在是形成了也没关系,上机跑一次呗,一小时的事.2023-07-02 08:57:471
请教减少PCR产物中引物二聚体的方法
博凌科为-为你解答：PCR反应过程中产生引物二聚体是做PCR的各位战友经常遇到的问题，下面介绍一些减少引物二聚体的方法： 1. 从引物自身着手，重新设计引物，这是最根本解决这一问题的办法；2. 可能模板有问题；3. 模板浓度过小，适当加大模板量；4. Taq酶，引物，Mg2+浓度可能过高，可降低它们的浓度；5. 取你所要加的上下游引物混合后，在100摄氏度下的沸水中煮5分钟，然后迅速拿出至于冰块之上瞬时冷却，这时再加入反应体系当中，引物二聚体就会消失的；6. 所配MIX中加5%的甘油或者5%的DMSO，可以增强特异性； 7. PCR反应体系的配制在冰上进行，最后加TAq酶，PCR结束后，产物勿放置在室温下过长时间，有人认为室温下有些TAQ酶会将多余的引物合成为二聚体； 8. 增加循环数；9. 降低退火温度后有条带，则应逐渐提高温度，若提高温度的同时产物量减少，则考虑增加镁离子浓度（根据扩增片断长度而定，片段长则相应镁离子浓度应该高一 些）；10. 若降低退火温度，发现还是只有引物二聚体，而且镁离子的浓度在 20-25mmol/l没有区别，则考虑Buffer等试剂没有完全融解、混匀，导致吸取的试剂浓度不对；11. 以上次的PCR产物作模板二次PCR，可以提高引物与模板的特异性，减少引物二聚体，如果两次时间间隔短的话，可以把原产物稀释100－1000倍，如果 间隔较长可以稀释50－100倍。2023-07-02 08:57:531
若只出现引物二聚体，阳性对照也没有出来，可能是没加酶吗
我个人觉得你应该先从引物考虑 虽然PCR过程中受很多因素的影响但是引物和退火温度无疑是很重要的两个方面 没出现引物二聚体只能说你设计的两端的引物没有错配啊等等 你可以找有经验的师兄师姐帮你设计引物看看顺便啊学习一下引物设计的经验 引物到了之后，你可以先跑个沉降PCR看看比较适合退火温度 我也听师兄说过可以跑个TOUCHDOWN 另外你可以把Mg离子以及DNTP还有各个溶剂的量调高一些看能不能有东西用我师姐的话说如果这都跑不出那就没希望了。。但是一般是可以跑出来的~2023-07-02 08:58:011
“引物”设计的原则是什么？
引物设计有 3 条基本原则：引物与模板的序列要紧密互补。引物与引物之间避免形成稳定的二聚体或发夹结构。再次引物不能在模板的非目的位点引发DNA聚合反应(即错配)。引物设计引物是人工合成的两段寡核苷酸序列，一个引物与目的基因一端的一条DNA模板链互补，另一个引物与目的基因另一端的另一条DNA模板链互补。在PCR（聚合酶链式反应）技术中，已知一段目的基因的核苷酸序列，根据这一序列合成引物，利用PCR扩增技术，目的基因DNA受热变性后解链为单链，引物与单链相应互补序列结合，然后在DNA聚合酶作用下进行延伸，如此重复循环，延伸后得到的产物同样可以和引物结合。PCR引物设计的目的是找到一对合适的核苷酸片段，使其能有效地扩增模板DNA序列。如前述，引物的优劣直接关系到PCR的特异性与成功与否。对引物的设计不可能有一种包罗万象的规则确保PCR的成功，但遵循某些原则，则有助于引物的设计。引物设计有 3 条基本原则：首先引物与模板的序列要紧密互补，其次引物与引物之间避免形成稳定的二聚体或发夹结构，再次引物不能在模板的非目的位点引发DNA聚合反应(即错配)。具体实现这 3 条基本原则需要考虑到诸多因素，如引物长度（primer length），产物长度（product length），序列 Tm 值 (melting temperature)，引物与模板形成双链的内部稳定性(internal stability, 用 u2206G 值反映)，形成引物二聚体(primer dimer)及发夹结构（duplexformation and hairpin）的能值，在错配位点（false priming site）的引发效率，引物及产物的GC 含量（composition），等等。必要时还需对引物进行修饰，如增加限制性内切酶位点，引进突变等。设计要求做Real Time时,用于SYBR Green I法时的一对引物与一般PCR的引物,在引物设计上所要求的参数是不同的。引物设计的要求：避免重复碱基，尤其是G。Tm=58-60度。GC=30-80%。3"端最后5个碱基内不能有多于2个的G或C。正向引物与探针离得越近越好，但不能重叠。PCR扩增产物长度： 引物的产物大小不要太大，一般在80-250bp之间都可；80～150 bp最为合适（可以延长至300 bp）。引物的退火温度要高，一般要在60度以上。要特别注意避免引物二聚体和非特异性扩增的存在。而且引物设计时应该考虑到引物要有不受基因组DNA污染影响的能力，即引物应该跨外显子，最好是引物能跨外显子的接头区，这样可以更有效的不受基因组DNA污染的影响。做染料法最关键的就是寻找到合适的引物和做污染的预防工作。对于引物，你要有从一大堆引物中挑出一两个能用的引物的思想准备---寻找合适的引物非常不容易。关于BLAST的作用应该是通过比对，发现你所设计的这个引物，在已经发现并在GENEBANK中公开的全部物种基因序列当中，除了和你的目标基因之外，还有没有和其他物种或其他序列当中存在相同的序列，如和你的目标序列之外的序列相同的序列，则可能扩出其他序列的产物，那么这个引物的特异性就很差，从而不能用。2023-07-02 08:58:101
PCR引物设计应遵循哪些原则
1、引物长度一般为15-30bp，常用的为18-27bp，但不能大于38bp；2、引物GC含量一般为40%-60%，以45-55%为宜，上下游引物GC含量和Tm值要保持接近；3、引物所对应的模板序列的Tm值最好在72℃左右，至少要在55-80℃之间，Tm值曲线以选取72度附近为佳，5"到 3"的下降形状也有利于引物与模板的结合；4、ΔG值（自由能）反应了引物与模板结合的强弱程度，3"端的ΔG值相对要低，且绝对值不要超过9，否则不利于正确引发反应，3"末端双链的ΔG值在0--2kcal/mol时，PCR产量几乎达到百分之百，但在-6时只达到40%，-8时少于20%，-10时接近于0；5、错配率一般不要超过100，否则会出现非目的条带。但对于某些特定的模板序列，还应结合比较其在正确位点的引发效率。如果两者相差很大，比如在正确位点的引发效率为340以上，而在错误位点的引发效率为110，并且不好找到其他更合适的引物，那么这对引物是可以接受的；6、Frq曲线为Oligo6软件新引进的一个指标，解释了序列片段存在的重复几率大小，选取引物时，应该用Frq值相对较低的片段；7、引物二聚体及发卡结构的能量的绝对值一般不要超过4.5，否则容易产生引物二聚体而且会降低引物浓度从而导致PCR不能正常发生；8、3"端最好不要是连续碱基，GGG或CCC会导致错误的引发，同时3"端最后一个碱基最好不要是A或T，若是，会导致错配；9、以公式Tm=4*（G+C）+2*（A+T）-5计算Tm值，也就是退火温度。选择较低Tm值的引物的退火温度为反应的退火温度，最好保证每个引物的Tm值相匹配，且在70-75℃范围内；10、模板与稳定性较小的引物之间的Tm的差异越小，PCR的效率越高。因为解链温度也取决于它的长度，如果期待的产物长度等于或小于500bp，选用端的引物（16-18bp），如果产物长5kb，则用24bp的引物；11、在DNA测序和PCR中最好用5"末端稳定（GC含量多），而3"端不稳定（AT含量多）的引物，这种引物的结构可以有效地消除假引发反应；12、引物和产物之间的Tm值相差别太大，20摄氏度范围内最好。13、对引物的修饰一般在5"端进行，例如加酶切位点，加酶切位点的同时要根据需要添加保护碱基。2023-07-02 08:58:333
怎么检测设计的引物是否合适
可以用于正式实验的引物必须满足以下条件：a溶解曲线单峰，窄而尖，否则可能有非特异性扩增；峰的位置横坐标一般在80度以上，这个温度为PCR产物的解链温度，如果在75度附近，可能是引物二聚体，miRNA染料法检测时，溶解曲线的峰的位置可能在75度附件b琼脂糖电泳为明亮的一条带，条带一般在100bp以上，如果设计引物时PCR产物在100bp一下，需要仔细辨认是否为引物二聚体；引物二聚体的条带一般在50bp左右，条带弥散，暗。c扩增曲线呈“S”形，一般情况下，S形越陡，扩增效率越高，S形越平，扩增效率低。有时会出现扩增曲线只有线性期，没有指数期的情况，这时一般扩增效率较低，建议检测一下扩增效率，用标准曲线法计算相对表达量。染料法的扩增曲线比探针法的扩增曲线要好看。d样品Ct值小于30，对于Ct大于30的情况，建议重新设计一对引物，重新调试。如果几对引物的Ct值都较大，可以适当放宽Ct至35。但是Ct值肯定不能大于35。2023-07-02 08:59:011
PCR体系怎么配
在25ul的反应体系中配置，PCR Buffer(组成：50 mM KCl, 10 mM Tris-HCl, 2.5 mMMgCl2, pH 8.3)，200μM dNTPs(200μM是指25ul体系中的dNTPs的终浓度，下面一样), 0.2 μM invA primers,-----0.2 μM终浓度的配对链引物(即上游引物)0.2μM sefA primers, -----0.2 μM终浓度的自身链引物(即下游引物)and 0.5 μM pefA primers，这个不是很清楚，估计是探针的意思2.5U of Taq DNA polymerase -------2.5U的Taq酶，一般Taq酶都是5U/ul的，所以具体加几微升就要看你买的Taq酶的浓度了，(MBI Fermentas),-----是一家公司的名字 and 0.2μl of DNA template. ------0.2ul DNA模板再加一句，剩余的体积用无菌水补足25ul2023-07-02 08:59:091
pcr反应体系如何选择
标准的PCR反应体系：10×扩增缓冲液 10ul 4种dNTP混合物 各200umol/L 引物 各10～100pmol 模板DNA 0.2ug Taq DNA聚合酶 2.5u Mg2+ 1.5mmol/L 加双或三蒸水至 100ul PCR反应五要素：参加PCR反应的物质主要有五种即引物、酶、dNTP、模板和Mg2+ 引物：引物是PCR特异性反应的关键,PCR 产物的特异性取决于引物与模板DNA互补的程度.理论上,只要知道任何一段模板DNA序列,就能按其设计互补的寡核苷酸链做引物,利用PCR就可将模板DNA在体外大量扩增.设计引物应遵循以下原则：①引物长度：15-30bp,常用为20bp左右.②引物扩增跨度：以200-500bp为宜,特定条件下可扩增长至10kb的片段.③引物碱基：G+C含量以40-60%为宜,G+C太少扩增效果不佳,G+C过多易出现非特异条带.ATGC最好随机分布,避免5个以上的嘌呤或嘧啶核苷酸的成串排列.④避免引物内部出现二级结构,避免两条引物间互补,特别是3"端的互补,否则会形成引物二聚体,产生非特异的扩增条带.⑤引物3"端的碱基,特别是最末及倒数第二个碱基,应严格要求配对,以避免因末端碱基不配对而导致PCR失败.⑥引物中有或能加上合适的酶切位点,被扩增的靶序列最好有适宜的酶切位点,这对酶切分析或分子克隆很有好处.⑦引物的特异性：引物应与核酸序列数据库的其它序列无明显同源性 希望有所帮助2023-07-02 08:59:261
引物二聚体都跑不出来是什么原因
只要你扩增体系内添加了引物，要么会有扩增产物，要么会有二聚体，或者二者都存在，至于你说的这种情况，要么是引物降解了，要么是电泳时间长，二聚体都已经跑过了，因为引物二聚体一般分子量较小，很容易就跑出去的2023-07-02 08:59:341
PCR的引物二聚体怎么判断
不是吧，可能是非特异扩增，你提高退火温度看看。2023-07-02 08:59:434
如何区分引物二聚体以及PCR产物
引物二聚体一般很小，PCR产物一般较大，可以加入MARK看看大小。2023-07-02 08:59:511
引物二聚体 在设计的时候 是不可避免的么？
引物二聚体的出现。摸索下后面的PCR条件，引物设计软件只能告诉你现在设计的引 物之间的配对，发卡结构等问题。至于后面的PCR反应时的实际情况，要试了才知 引物二聚体的形成不单单是在引物设计的时候，后面的PCR扩增条件的不适也会造成 引物二聚体的出现。摸索下后面的PCR条件，引物设计软件只能告诉你现在设计的引 物之间的配对，发卡结构等问题。至于后面的PCR ... 我设计的单链DNA不是用来做PCR的，只是为了不让他形成双链即可。 故只要在设计的时候不出现 二聚体 就好。 何不说明用途，这样才好分析，很多时候软件分析有二聚体并不影响实验 用来做蛋白质与DNA的相互作用。 二聚体，就是自己和自己配对，两条链之间间的碱基配对。caicaiyy(站内联系TA)这是不可避免的，按照概率来算，引物20bp就可有10对9对8对7对等的二聚体，每对可以配对的概率是1/4,10对就有2.5对可以配上，即使你设计他没有一对配上，但它可以移动位置配成9、8、7对等，那也可能配上。2023-07-02 09:00:001
在做PCR时，出现引物二聚体
一.引物设计和样品使用均是一样的情况，就是反应条件的问题二.反应条件就看你的实验操作和所使用的仪器，操作都一样的话，仪器设定上出问题的可能性会大一些，其中退货温度是比较关键的三.人品问题也会导致这样的情况四.一般减少引物二聚体的方法：1.从引物自身着手，重新设计引物，这是最根本解决这一问题的办法；2.可能模板有问题；3.模板浓度过小，适当加大模板量；4.Taq酶，引物，Mg2+浓度可能过高，可降低它们的浓度；5.取你所要加的上下游引物混合后，在100摄氏度下的沸水中煮5分钟，然后迅速拿出至于冰块之上瞬时冷却，这时再加入反应体系当中，引物二聚体就会消失的；6.所配MIX中加5%的甘油或者5%的DMSO，可以增强特异性；7.PCR反应体系的配制在冰上进行，最后加TAq酶，PCR结束后，产物勿放置在室温下过长时间，有人认为室温下有些TAQ酶会将多余的引物合成为二聚体；8.增加循环数；9.降低退火温度后有条带，则应逐渐提高温度，若提高温度的同时产物量减少，则考虑增加镁离子浓度（根据扩增片断长度而定，片段长则相应镁离子浓度应该高一些）；10.若降低退火温度，发现还是只有引物二聚体，而且镁离子的浓度在20-25mmol/l没有区别，则考虑Buffer等试剂没有完全融解、混匀，导致吸取的试剂浓度不对；11.以上次的PCR产物作模板二次PCR，可以提高引物与模板的特异性，减少引物二聚体，如果两次时间间隔短的话，可以把原产物稀释100－1000倍，如果间隔较长可以稀释50－100倍。2023-07-02 09:00:201
怎样消除引物二聚体
首先在设计引物的时候,要注意避免产生引物二聚体.现在的引物设计软件都会有一个dimer的选项,可以看出你设计的引物是否会发生二聚体.如果会形成二聚体,并且序列不能有大的变动,那就注意一下在3"端别发生dimer的互补. 其次,在PCR时提高退火温度可以提高PCR的特异性,可以减少引物二聚体.2023-07-02 09:00:451
在做PCR时，出现引物二聚体
那看你是做什么实验了，基本上出现引物二聚体没什么问题的，不影响实验结果的2023-07-02 09:00:533
pcr 扩增产生大量引物二聚体的原因
引物3"端末端有互补序列，这样造成引物以引物为模板进行延伸，造成引物二聚体。2023-07-02 09:01:031
试述引物二聚体形成的原因
引物3"端末端有互补序列，这样造成引物以引物为模板进行延伸，造成引物二聚体。2023-07-02 09:01:101
做实时定量PCR时，如果有引物二聚体，对实验结果有什么影响吗？
这个好专业啊，你去小木虫问问吧！2023-07-02 09:01:205
二代测序数据中的PCR duplication是什么，是怎么产生的？
是引物的3"端间相互错配扩增形成的。引物二聚体的出现是必然的，只是或多或少的问题，电泳时看不到引物二聚体带也不代表没有二聚体出现，只是含量低我们的肉眼看不到而已。提高PCR严谨性(包括提高退火温度，降低引物浓度等)可大大降低二聚体的浓度。减少PCR产物中引物二聚体的方法:1从引物自身着手，重新设计引物，这是最根本解决这一问题的办法;2.可能模板有问题;模板浓度过小，适当加大模板量;3.Taq酶，引物，Mg2+浓度可能过高，可降低它们的浓度;4.取你所要加的上下游引物混合后，在100摄氏度下的沸水中煮5分钟，然后迅速拿出至于冰块之上瞬时冷却，这时再加入反应体系当中，引物二聚体就会消失的;理由:引物可能会发生发夹结构,自身环化等结构,在100摄氏度下的沸水中煮5分钟可使引物变为单链，以减少二聚体。不过有人认为在 PCR仪上95度变性5min也同样达到目的，而且成功试过通过延长退火时间也可以消除引物二聚体。5.所配MIX中加5%的甘油或者5%的DMSO，可以增强特异性;6.PCR反应体系的配制在冰上进行，最后加TAq酶，PCR结束后，产物勿放置在室温下过长时间，有人认为室温下有些TAQ酶会将多余的引物合成为二聚体。7.增加循环数;8.降低退火温度后有条带，则应逐渐提高温度，若提高温度的同时产物量减少，则考虑增加镁离子浓度(根据扩增片断长度而定，片段长则相应镁离子浓度应该高一些);9.若降低退火温度，发现还是只有引物二聚体，而且镁离子的浓度在20-25mmol/l没有区别，则考虑 Buffer等试剂没有完全融解、混匀，导致吸取的试剂浓度不对。10. 以上次的PCR产物作模板二次PCR，可以提高引物与模板的特异性，减少引物二聚体，如果两次时间间隔短的话，可以把原产物稀释100－1000倍，如果间隔较长可以稀释50－100倍。望采纳2023-07-02 09:01:371
求助，NCBI设计的引物怎么看好不好
通过引物的参数检测引物设计参数：a引物长度一般在20bp左右，上下游引物碱基长度不要相差超过4个碱基。b引物退火温度一般在58度，不同软件TM使用不同的算法，primer3，primer5，primer6，primerexpress等一般可以设置在55-58度，beacondesign可以设置在65左右。cGC含量一般没什么特殊要求，40-60最好，如果不好设计，30-80也是可以的。d产物长度在100-150,80-200也可以，不要在50bp左右，那样和引物二聚体不好区分，超过200bp可能会影响PCR扩增。e软件给出的引物不能有发卡结构和超过3-4个碱基的匹配，特别是3`端不能有碱基匹配，那样更容易形成二聚体。f引物设计好以后，在NCBI上做一个primer-blast，检测一下是否有非特异性扩增。最好还是通过实验验证，如果是定量PCR引物a溶解曲线单峰，窄而尖，否则可能有非特异性扩增；峰的位置横坐标一般在80度以上，这个温度为PCR产物的解链温度，如果在75度附近，可能是引物二聚体，miRNA染料法检测时，溶解曲线的峰的位置可能在75度附件b琼脂糖电泳为明亮的一条带，条带一般在100bp以上，如果设计引物时PCR产物在100bp一下，需要仔细辨认是否为引物二聚体；引物二聚体的条带一般在50bp左右，条带弥散，暗。c扩增曲线呈“S”形，一般情况下，S形越陡，扩增效率越高，S形越平，扩增效率低。有时会出现扩增曲线只有线性期，没有指数期的情况，这时一般扩增效率较低，建议检测一下扩增效率，用标准曲线法计算相对表达量。染料法的扩增曲线比探针法的扩增曲线要好看。d样品Ct值小于30，对于Ct大于30的情况，建议重新设计一对引物，重新调试。如果几对引物的Ct值都较大，可以适当放宽Ct至35。但是Ct值肯定不能大于35。2023-07-02 09:01:471
如何用oligo6评价引物
你要自己先粗略看一下引物设计的是否合乎基本的一些原则，然后再用软件评价。怎么样确定上下游引物和编辑引物不用我多说吧，我就从第三个标签“analyze"说起吧。1、duplex formation:这是评价引物二聚体形成的，包括自身形成二聚体和引物间二聚体，主要是看引物3‘端有无配对碱基(最好没有)。其中的current oligo是当你对引物进行了编辑（如加入酶切位点）时，对原始引物进行的分析。（下同）形成的二聚体要看能值G(得它不会输入啊！)，能值越低越好，最好不要超过4.5（下同）2、hairpin formation:是看引物自身能否形成发夹结构，主要也是看3"端不要形成发夹结构。还要看形成发夹结构的能值，不超过4.5。如果引物中加入酶切位点，可能会有发夹结构且能值不会太低，这就需要灵活控制退火温度了。3、composition and Tm:分析上下游引物的碱基组成，GC比和Tm值，原则我就不多说了。4、false priming site: 如果模板不是基因组DNA，而是一个特定模板序列，需要进行错配的分析，看你的引物（尤其3‘端）是否与特定模板的其他位点结合。一般错配的引发效率以不超过100为好，但并不绝对，如果正确结合位点的引发效率为450以上，而有一个错配的引发效率是120左右的，这个引物也是可以接受地！！5、PCR：总结性的显示引物位置，产物大小，Tm值等参数，你可以横向比较一下，尤其是给了一个optimal annealing tem还是可以参照一下地。也给了简单的评价供参考。引物主要的评价功能也就这些了，应付一些基本的引物分析足够了。这是我个人参阅具体文献及实践所得2023-07-02 09:01:551
高中生物pcr技术扩增的是两引物之间的核苷酸序列是什么意思
首先有一段双链模板DNA，根据模板DNA两端的序列设计两条引物，每条引物与其中一条链互补。如下图所示。引物1-->5‘ XXXXXXXXXX 3"3‘ XXXXXXXXXX 5" <--- 引物2在PCR反应过程中，每条引物结合一条模板DNA链，从5‘-3"方向开始扩增，所以最后扩增得到的序列就只能是在两条引物之间的序列。可以找一些原理图看一下，就比较容易理解了。2023-07-02 09:02:182
怎么通过Q-PCR的扩增曲线和溶解曲线来分析结果，如何通过曲线来判断结果的好与坏？
1、扩增曲线（如果做双ΔCT法）：（1）扩增曲线必须是S型，有明显的四个时期，且复孔的CT值尽量一致，相差不要超过0.5个CT值（上限是1个CT值）；（2）同一个基因在不同浓度的相同模板下扩增，其相差的CT值为相差浓度倍数的2次开方。当然这是理论值；另外阴性对照不能有扩增（40个循环以后出CT值属正常现象，也可算作没有扩增）。2、溶解曲线：（1）溶解曲线是判断扩增产物是否单一的曲线，顾名思义，其跟模板（或其浓度）没有关系，扩增什么基因就应该有其相对应的溶解曲线；（2）一般SYBR法的目的基因在80~90℃之间；（3）出现其他峰就该考虑是否为引物二聚体（一般为60~75℃之间）视引物长度而定，而基因组DNA污染的峰会在90℃以后。出现引物二聚体可能是引物设计、引物加量等原因所致；（4）基因组DNA那么考虑设计跨内含子引物或者实验之前做gDNA的消除工作。而阴性对照有目的峰那可能就是模板污染，注意实验操作等避免模板污染。3、溶解曲线是为了验证扩增产物特异性的，要是溶解曲线是单峰说明产物只有一条，结果较好；要是双峰说明产物不特异，可能存在引物二聚体或非特异性扩增，有可能引物设计有问题。扩展资料：溶解曲线分析：1、可以用来确定不同的反应产物，包括非特异性产物。2、扩增反应完成后，通过逐渐增加温度同时监测每一步的荧光信号来产生溶解曲线，随着反应中双链DNA变性，荧光染料又回复到游离状态导致荧光信号降低。3、用荧光信号改变的负的一次导数与温度作图，在扩增产物的溶解温度上有一特征峰（Tm，DNA双链解链50%的温度），用这个特征峰就可以将特异产物与其它产物如引物二聚体区分开，4、溶解曲线是为了观察扩增发出荧光的片段是不是需要的产物。如果溶解曲线做出来只有单峰，且出锋位置是退火温度，那么这个是产物发出的荧光，实验结果有效。参考资料：百度百科——Realtime PCR溶解曲线2023-07-02 09:02:271
有引物二聚体，非特异性扩增带是怎么回事
引物二聚体是PCR扩增时，正反向引物结合。非特异性扩增是引物和模板有结合位点，因为即使引物和模板有3个碱基的差异（5`端），扩增的可能性还是很大的2023-07-02 09:02:411
引物二聚体会影响酶切结果吗?
恩 对酶切影响不大 但会影响后面的连接 每一步做完最好都跑胶回收 不能偷懒~2023-07-02 09:02:492
pcr如果只有引物二聚体时应该怎样调整
首先检查模板有没问题,然后降低PCR退火温度试试,降低退火温度可增加引物的结合量,但也增加了错配可能.也可以换种PCR Mix.还不行的话换对引物二聚体少的引物.2023-07-02 09:02:581